Sexage ADN

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Fiabilité 100 %

Délai : 1-3 jours ou 1 jour en Express
Échantillon : Plume, coquille d’oeuf ou sang sec sur papier

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Sexage ADN

Le sexage ADN chez Genimal en quelques mots

Le sexage ADN est aujourd'hui la meilleure méthode pour déterminer le sexe des oiseaux. Par conséquent, Genimal Biotechnologies propose aux éleveurs de déterminer le sexe de leurs oiseaux avec précision et dans des délais très courts.

  • Fiabilité: Près de 100%. Possibilité d'obtenir le résultat en 1 jour avec l'option Express
  • Délai du test : 1 – 3 jours
  • Échantillons: Plumes ou Sang sec sur papier ou Coquille d’oeuf
  • Espèces : Nous pouvons réaliser un sexage ADN sur toutes les espèces d’oiseaux. Cependant, nous ne pouvons pas sexer les ratites (autruche, Rhea, Emu) et quelques étourneaux métalliques.
  • Conditions : Commandez un pack de sexage ADN, puis envoyer vos échantillons au fur et à mesure dans la limite de 2 ans. Par exemple, vous pouvez envoyer 2 échantillons demain, 3 autres dans deux mois, etc.

Pourquoi réaliser des sexages ADN chez les oiseaux

Le sexage des oiseaux est un enjeu majeur dans les élevages car il permet de former avec certitude des couples pour les reproduire. Placer dans une même volière deux individus du même sexe augmente également les risques d’agressivité et de dominance d’un oiseau envers l’autre. Avoir avec certitude un couple grâce au sexage ADN est donc un gain de temps dans l’obtention d’oisillons.
D’un point de vue recherche, le sexage ADN des oiseaux est souvent demandé dans les études de population. En effet, il permet d’étudier les sexes ratio dans les populations d’oiseau (Conover & Chasse en 1988; Parkes en 1989; Olson & Arsenault 2000), d'étudier l’hypothèse de la sélection sexuelle (M.ller, 1993; Savalli en 1995; Regosin & Pruett-Jones 2001), d'étudier les systèmes d’accouplement (p. ex. Poinani & Pagel 1997; Sorenson & Payne) ou d'étudier la différenciation des niches écologiques (p. ex. Richman & Prix 1992; p. ex. Cicéron & Johnson en 1998).

Les différences entre les mâles et les femelles chez les oiseaux

Chez les oiseaux de nombreuses espèces ne présentent pas de différence visible entre les males et les femelles. On parle alors d’une absence de dimorphisme sexuel. Ainsi, chez les passereaux plus de 60% des espèces ne présentent pas de dimorphisme sexuel (PRICE & & BIRCH 1996). Chez les non-passereaux, plus de 80% des espèces n’ont pas de dimorphisme sexuel. Chez certaines espèces les différences visuelles entre les mâles et les femelles n’apparaissent que plusieurs semaines après l’éclosion. Dans ce cas le recours au sexage ADN est obligatoire.
Chez les oiseaux ayant un dimorphisme sexuel, les différences entre les males et les femelles peuvent prendre plusieurs formes mais sont souvent peu fiables :

  • Différence de couleur du plumage. Les différences de plumage entre le male et la femelle peuvent être très importantes comme c’est le cas chez les Eclectus par exemple. Ces différences peuvent être infimes comme chez le Lybius dubius et justifient souvent le recours au sexage ADN. Les différences de couleurs chez certaines espèces apparaissent tardivement, plusieurs mois après l’éclosion et de ce fait le recours au sexage ADN est obligatoire.
  • Différence de taille. De façon générale, les males sont généralement plus grand et plus lourd que les femelles. L’exemple le plus flagrant se trouve chez les Calao (par exemple Bycanistes brevis) avec des males pesant en moyenne 1/3 du poids en plus que les femelles. En revanche, chez plus de 99% des espèces la différence de taille est trop infime et davantage due à l’alimentation et aux conditions d’élevage. Dans ce cas, le recours au sexage ADN est obligatoire.
  • Différence de posture. Chez certaines espèces, on observe une posture différente chez le mâle et la femelle. Les males se tiennent en effet plus droit et plus fièrement sur le perchoir. Cette différence reste toutefois subtile, peu fiable et variable selon les espèces. Le sexage ADN est donc généralement pratiqué.
  • Le chant. Chez certaines espèces, seul le mâle chante, permettant ainsi de distinguer le mâle de la femelle. Chez d’autres espèces, les deux sexes chantent ou ne chantent pas ou très discrètement. Cette méthode de sexage reste peu fiable et il faut attendre que les oiseaux soient adultes et en période de reproduction pour pouvoir les sexer.

Quelles sont les différentes méthodes de sexage ?

Il existe différentes méthodes vétérinaires et de laboratoire permettant de sexer les oiseaux :

  • L’endoscopie est une méthode ancienne qui est rarement pratiquée de nos jours. Cette méthode est à déconseiller car elle est invasive pour l’oiseau. En effet elle nécessite l’anesthésie de l’oiseau et une chirurgie sur la cavité coelomique. Cette méthode est également réputée peu fiable chez les oiseaux n’ayant pas atteint la maturité sexuelle (adulte). En effet, selon son expérience, le vétérinaire peut avoir des difficultés à différentier les organes génitaux mâle et femelle.
  • Le dosage hormonale. Certaines publications démontrent la possibilité de sexer les oiseaux en dosant certaines hormones sexuelles comme la DHEA et l’estradiol. Cette méthode nécessite la mise au point de la concentration moyenne d’hormone chez chaque espèce. La concentration d’hormone chez un même oiseau varie également en fonction de son age et de son stade au cours de son cycle de reproduction. Toutes ces incertitudes font que cette méthode de sexage reste inexistante.
  • Le caryotype. Cette méthode consiste à isoler et observer les chromosomes des oiseaux. Au niveau des chromosomes sexuels, la femelle possède un chromosome Z et un chromosome W. Le male possède en revanche deux chromosomes Z et pas de chromosome W. Cette technique de laboratoire est longue, fastidieuse et coûteuse et de ce fait n’est plus pratiquée de nos jours.
  • Méthode basée sur l’ADN. De nombreuses méthodes basées sur l’étude de l’ADN ont été développées historiquement. Les plus importantes ont été les analyses basées sur le southern blot, la RFLP, l’utilisation de minisatellite ADN ou encore la PCR en temps réel. Ces méthodes sont fiables mais souvent plus compliquées et plus coûteuses que le sexage ADN traditionnel et de ce fait elles sont rarement utilisées.

Des méthodes plus récentes que le sexage ADN traditionnel ont été développé ces dernières année comme par exemple la PCR HRM ou les amplifications isothermales. La PCR HRM très précise nécessite une mise au point complexe et couteuse pour chaque espèce d’oiseau et de ce fait n’est que peu utilisée. Les amplifications isothermales nécessitent très peu de matériel et permettent ainsi de réaliser le sexage ADN sur le terrain en l’absence de laboratoire. Cette méthode reste cependant couteuse, et de nombreuses mise au point sont nécessaire pour chaque espèce afin de rendre le test fiable

La méthode d'analyse du sexage ADN traditionnel

Comme chez les humains et la plupart des animaux, le sexe des oiseaux est déterminé par deux chromosomes appelés “chromosomes sexuels”. Chez les oiseaux, les mâles ont deux chromosomes sexuels identiques nommés ZZ. Cependant, chez les femelles, ces deux chromosomes sont différents et nommés ZW. En effet, le chromosome Z est donc présent dans les deux sexes alors que le chromosome W n’est présent que chez les femelles. La méthode de sexage ADN réalisée au laboratoire Genimal Biotechnologies consiste à détecter un gène particulier qui, bien que trouvé sur les deux chromosomes, est de plus petite taille sur le chromosome W que sur le Z. L’ADN présent dans les chromosomes sexuels est isolé des cellules de l’échantillon (cellules plumes, cellules sanguines, etc.). Un morceau de l’ADN utilisé pour le sexage ADN est multiplié des millions de fois pour le rendre détectable. L’ADN est ensuite détectable avec une machine spécifique parce qu’il est présent en milliards de copie. Chez les femelles (ZW), deux bandes ADN sont observées. La première bande correspond à la version du gros gène sur le chromosome Z et la seconde bande correspond à la version du petit gène sur le chromosome W. Chez les mâles (ZZ), une seule bande est observée parce que les deux chromosomes sont de la même taille (Z).
Extraction d’ADN

Extraction d’ADN

L’ADN présent dans les chromosomes sexuels est isolé des cellules de l’échantillon (cellules de plumes, cellules sanguines, etc.).

Multiplication de l’ADN

Multiplication de l’ADN

Un morceau d'ADN utilisé pour le sexage ADN est multiplié des millions de fois pour le rendre détectable.

detection of DNA

Détection du gène

L’ADN est maintenant détectable avec une machine spécifique parce qu’il est présent en milliards de copie. Chez les femelles (ZW), deux bandes d’ADN sont observées. La première bande correspond à la version du grand gène sur le chromosome Z et la seconde bande correspond à la version du petit gène sur le chromosome W. Chez les mâles (ZZ), une seule bande est observée parce que les deux chromosomes sont de la même taille (Z).

Quels gènes sont utilisés ?

Le sexage ADN nécessite d’étudier une portion infime de l’ADN de l’oiseau. Cette portion de gène est utilisée car elle présente des différences entre le male et la femelle. En pratique il s’agit de différence de la longueur du fragment de l’ADN étudié, rendant la détection des sexes facile. Le gène le plus communement utilisé et le CHD1 (Ellegren 1996; Griffiths et al. 1998; Fridolfsson & Ellegren1999). Certains autres gènes ont démontré leurs potentiels pour le sexage ADN, notament le gène EE0.6 (Itoh et al. 2001), ATP5A1 (Dvorák et al. 1992) ou encore Wpkci (Hori et al. 2000; O’Neill et al. 2000).

Peut on sexer toutes les espèces d'oiseau ?

Oui toutes les espèces peuvent être sexer par ADN. Cependant le sexage des Paleognathae ou ratites est difficile (de Kloet 2001). Les ratites sont les autruches, nandou, casoar, kiwi. Le sexage de ces espèces n’est donc pas proposé par les laboratoires. Les gènes étudiés pour le sexage ADN et notamment le gène CHD1 varient selon les espèces. Pour cette raison une mise au point pour chaque espèce est parfois demandée par les laboratoires. De nos jours, les outils d’analyse récents permettent de s’affranchir de la nécessité d’avoir un témoin male et femelle pour chaque espèce. Genimal Biotechnologies possède un équipement de pointe et un savoir faire de plus de 10 ans. De ce fait, nous avons très rarement besoin de témoin pour assurer une fiabilité de 100% pour le sexage ADN.

Quelle est la fiabilité du sexage ADN ?

La fiabilité du sexage ADN dépend des laboratoires. Genimal est expert depuis plus de 10 ans dans le sexage ADN et à réaliser plus de 90 000 sexages ADN. Pour le sexage ADN, nous disposons d’une plateforme automatisée permettant de standardiser les processus et d’éviter les inversions ou contaminations d’échantillon. La fiabilité de Genimal est reconnue à travers l’Europe et nous sommes le premier laboratoire à garantir une fiabilité de 100%.

Quels sont les délais du sexage ADN ?

Le laboratoire Genimal réalise les analyses de sexage ADN tous les jours et de ce fait les délais sont en général de 24h. Ce délai peut être légèrement rallongé si l’échantillon présente un problème de quantité ou de qualité d’ADN. Le délai maximal étant de 3 jours. La capacité d’analyse de Genimal pour le sexage ADN est de 1000 échantillons par jour.

A partir de quels types d’échantillon peut on réaliser le sexage ADN ?

Dans la très grande majorité des cas, le sexage ADN se réalise à partir du bulbe de la plume aussi appelé calamus (Malagó-Jr et al., 2002). Nous pouvons également sexer les oiseaux à partir de sang ou de Coquille d’oeuf. Genimal fut le premier laboratoire à proposer le sexage à partir de la coquille d’œuf en 2011. Nous sommes leader sur le sexage ADN à partir de coquille d’œuf.

Exemple de certificat pour le test : Sexage ADN

Cliquez sur le certificat exemple ci-dessous pour l’ouvrir.

Certificat

Références

DNA sexing article in Wikipedia. Lire l’article A DNA test to sex most birds. Griffiths R, Double MC, Orr K, Dawson RJ. Mol Ecol. 1998 Aug;7(8):1071-5. Lire l’article A simple and universal method for molecular sexing of non-ratite birds. Fridolfsson, AK, Ellegren, H. J Avian Biol 1999;30:116–121. Lire l’article Sex identification in birds using two CHD genes. Griffiths, R. Proc Biol Sci 1996;263:1251–1256. Lire l’article
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